1DNA概述DNA，即脱氧核糖核酸(deoxyribonucleic acid)是一种天然的生物高分子，是核酸的一类，因分子中含有脱氧核糖而得名. DNA是生命系统的核心遗传物质，其主要功能是引发生物发育和生命机能运作. 1953年4月，英国的《自然》杂志刊登了Watson和Crick在英国剑桥大学合作完成的研究成果：DNA双螺旋结构的分子模型[1]. 这一成果被誉为20世纪以来生物学方面最伟大的发现，标志着分子生物学的诞生. DNA分子是由两条互相平行的脱氧核苷酸长链盘绕而成的. DNA分子中的主链由脱氧核糖和磷酸基通过酯键交替连接而成(图1)，似“麻花状”绕一共同轴心以右手方向盘旋，相互平行而走向相反形成双螺旋构型排在外侧，碱基位于螺旋的内则，它们以垂直于螺旋轴的取向通过糖苷键与主链糖基相连. 同一平面的碱基在二条主链间形成碱基对，配对碱基总是A与T和G与C. DNA作为构成生命基础的最重要分子，其独特的结构和功能激发了来自化学、生物、材料、理论物理以及分子电子学等多个领域科学家的研究兴趣[2~6]. 其中，DNA是否导电以及怎样导电，关系到我们对生命信号的传递、遗传密码的重构、对生命和生命现象的深入理解和揭示，以及可编程DNA分子电子学的发展，国际科技界一直高度关注，近二十年来也一直是研究的热点和难点.10.11777/j.issn1000-3304.2023.23221.F001Fig. 1Schematic diagram of the structure of DNA molecule.对于DNA导电设想的提出最早可以追溯到20世纪60年代，即在DNA双螺旋结构精准确定后不久[1]，来自英国诺丁汉大学的Eley和Spivey在Faraday Soc.期刊上发表了一篇关于“Semiconductivity of Organic Substances”的论文，掀开了人们对于DNA导电特性研究的序幕[7]. 但实际上，早期由于检测技术的限制，相关研究进展极其缓慢. 直到20世纪90年代，随着扫描隧道显微镜(STM)、导电原子力显微镜(C-AFM)、扫描隧道光谱(STS)、扫描隧道显微镜裂结技术(STM-BJ)等纳米表征技术手段的不断发展，对于DNA导电特性的研究才得以获得重要进展[5, 8~10]. 其中，以Barton、Meade和Gray等为代表的科学家对该领域早期研究做出了系列开创性工作[11~19]，随后吸引了更多的物理学家开始进行DNA单分子输运、分子功能器件及其他相关研究[20~23]. 我们通过Web of Science对DNA导电性方面的研究做了一个简要的统计，结果如图2所示. 从图中可以看到，到目前为止有关DNA导电性方面的论文大概有三千余篇，20世纪90年代后该领域呈现一个稳定发展态势，每年这方面相关研究论文大概在一百多篇(图2(a)). 尽管目前DNA到底是否具有导电性质仍是一个悬而未决的难题，无论是实验和理论方面仍存在许多争论[8, 24]，但是科学家并没有因为这些争论而停止对于DNA领域的研究，也正是因为这些争论促使DNA领域研究向更深层次和更广角度发展(图2(b)) [24~28]. 本文中，我们主要聚焦于DNA的导电性问题、出现矛盾报道的原因、存在问题和未来发展方向，并对其进行简要解析.10.11777/j.issn1000-3304.2023.23221.F002Fig. 2Summary of the researches related to the conductivity of DNA. (a) Distribution of published paper numbers by year. (b) Graph of topical document clustering. Note: all the data collected by National Science Library, Chinese Academy of Sciences, based on query keywords of DNA, deoxyribonucleic acid, electrical transport, conductivity, superconductor, electrical, thermoelectricity, nanoelectrode, charge transport and polyelectrolyte.2DNA导电性争论2.1DNA是绝缘体随着纳米科技的兴起，DNA作为天然的、结构完美的纳米生物材料受到前所未有的关注. 美国俄勒冈大学的Dunlap等[29]认为，DNA在STM下成像困难，原因之一就是其导电性差，解决这个问题的方法是在DNA上镀上一层导电膜或放置在热解石墨上进行研究. 以色列理工学院的Braun等[30]认为DNA具有良好的分子识别和机械性能，是实现微纳电路的理想选择. 然而他们发现，微米长的λ-DNA并不导电，为了解决这一问题，他们将其作为纳米线模板，构筑了连接在2个电极间的直径为100 nm、长为12 μm的银纳米线，为实现利用DNA独特的识别能力作为定向连接功能线提供了可能. 西班牙马德里自治大学的de Pablo等[31]从理论和实验证实，λ-DNA的电阻率还不到106 Ω∙cm，是一个非常好的绝缘体，这可能是因为λ-DNA含有非周期性的碱基对序列，其静态无序可能会导致分子轨道的定域化. 荷兰代尔夫特理工大学的Storm等[32]采用纳米间隙电极对测试了100 nm长的双链DNA，证实其完全是绝缘体的电学行为. 值得注意的是，这些研究仅对长的(40 nm)放置在衬底表面(云母或者二氧化硅)上的单个DNA分子进行测量，并未实际测量电流.2.2DNA是半导体DNA的螺旋直径为2 nm，螺旋周期包含10对碱基，螺距为3.4 nm，相邻碱基对平面的间距为0.34 nm，这与石墨片层之间的距离相近. 石墨片层上的π电子可以在层间跃迁，因而石墨沿着片层方向可以导电. DNA碱基对平面上同样有电子分布，这使研究人员想到：电荷载流子是否也能在DNA分子的碱基对之间运动，即电荷是否能沿DNA分子的长轴传输呢?荷兰代尔夫特理工大学的Porath等[33]将Poly(G)-Poly(C)DNA分子(长度10.4 nm，30个碱基对)放置于2个Pt电极间，首次采用STM对其电荷传输性能进行了表征和成像. 其获得的电流-电压非线性曲线表明，DNA具有宽带隙半导体行为，且在空气、真空及低温下都观察到了该现象. 美国布朗大学的Rakitin等[34]采用金电极(功函高于Pt)将微米长的λ-DNA通过其黏性末端连接到电极上测出了类似的电势差. 韩国标准科学研究院的Yoo等[35]把均聚物Poly(dG)-Poly(dC)和Poly(dA)-Poly(dT)分子涂在SiO2表面上，连接分子的2个平面金属电极相距20 nm，分子束直径为10 nm. 电流电压曲线清晰显示，当电流通过DNA分子束时，呈现出明显的温度和门电压依赖性，说明Poly(dG)-Poly(dC)具有P型半导体的导电行为，而Poly(dA)-Poly(dT)则呈现N型半导体的导电行为.2.3DNA是导体瑞士巴塞尔大学的Fink等[36]最早发现了室温下自由悬挂的λ-DNA的欧姆行为，他们采用长达几百纳米DNA束搭在涂金碳箔的2 µm深的洞上，用金做一个电极，表面涂金属的针尖作为第二个电极与DNA相接触，在超高真空电子显微镜中观察和测量DNA分子的伏安曲线，发现DNA有很好的导电性. 美国加州大学洛杉矶分校的Tran等[37]通过微波腔吸收测得了λ-DNA的交流导电率. 在宽温度范围下，对处于缓冲液中的湿DNA进行了实验，DNA的导电性比干燥DNA约大了一个数量级，从实验角度证实了B-DNA碱基堆积比A-DNA好. 日本高级研究实验室的Watanabe等[38]把一个短的单分子DNA分子与一个三角探针的AFM连接，发现分子链长度较短的单个DNA分子，电荷是能够沿DNA分子链传输的.2.4DNA是近似超导体法国巴黎萨克雷大学的Kasumov等[39]发现了16 µm长λ-DNA的近似超导特性. 他们把16 μm长的A-DNA分子沉淀在云母表面，连接在锌碳电极之间. 实验测量的温度从室温变化到1 K. 室温的时候测得每个DNA电阻约为105 Ω，并且随温度的变化不大. 当低于1 K时，观察到超导现象.3DNA导电性争论的原因分析3.1DNA分子结构的影响DNA分子具有丰富的构象，根据序列和环境的不同，DNA将会展现不同的构象特征. DNA最典型的构象是右旋B型螺旋，双链DNA (dsDNA)在生理条件下通常采用这种构象. DNA还可以采用其他结构，包括同为右旋但更紧凑的A型螺旋和Z型左旋螺旋. 外界环境的变化可以诱导DNA构象的变化，这种构象转化除了具有医学意义以外，也会导致其导电性发生较大的转变.美国格鲁吉亚大学的Wang等[40]使用STM-BJ方法研究了dsDNA从B型到Z型结构转换引起的电导变化(图3(a)~3(c)). 他们通过提高缓冲溶液中Mg2+离子浓度促使DNA分子从B型到Z型的转化，并发现其电导降低了2个数量级，机理可归因为构象改变导致的π-π轨道堆叠断裂. 美国加州大学戴维斯分校的Artés等[41]探讨了B-A结构转换引起的DNA电导率变化(图3(d)和3(e)). 传统研究中，人们认为A形式的碱基排列比B形式的差，一般预测A形式是绝缘的. 但该工作表明，包含特定GC序列的dsDNA的构象从B形式转变为A形式时，其电导率可增加约1个数量级(图3(f)). 并且，这种电导的大幅增加是完全可逆的，通过控制环境电导可以在2个值之间反复切换，这直接证明了构象变化在传输过程中的重要作用，这些研究结果也有助于合理解释文献中DNA电导率的巨大差异性.10.11777/j.issn1000-3304.2023.23221.F003Fig. 3Conformational effects. Conductance measurements of DNA under B-Z structural transition: (a) experimental schematic of the SPM break junction for the measurement, (b) the structural side view and top view of B- and Z-DNA, respectively (Reprinted with permission from Ref.‍[40], Copyright (2014) The Royal Society of Chemistry). (c) Log-scale conductance measurements were performed in 1 mol/L MgCl2 solution using CSM-SPMBJ. Conductance measurements of DNA under B-A structural transition: (d) Schematic of B- and A-DNA molecular junction; (e) Example conductance histograms of B-DNA (blue) and A-DNA (green); (f) CD spectra of B-DNA (blue) and A-DNA (green) sample (Reprinted with permission from Ref.‍[41], Copyright (2015) Nature Publishing Group). (The online version is colorful.)3.2长度和序列结构的影响传统光诱导电荷转移测试表明，DNA分子的远距离电荷传输一般是由空穴沿着DNA碱基鸟嘌呤之间的多步跳跃来实现的，但也存在一些特例情况. 2001年，瑞士巴塞尔大学的Giese等[42]研究了dsDNA中不同长度的腺嘌呤-胸腺嘧啶(A:T)桥接分隔的鸟嘌呤碱基对之间的电荷转移速率. 研究发现，当鸟嘌呤之间的间隔不超过3个(A:T)碱基对时，2个鸟嘌呤碱基对之间的电荷转移速率才会随着间隔的增加而呈指数下降. 如果存在更多的桥接碱基对，电荷转移速率则表现出微弱的距离依赖性. 电荷转移速率依赖距离上的这种明显变化，说明电荷转移机制从短距离的相干超交换转移(隧穿)转变为长距离鸟嘌呤碱基对热激发跳跃过程. 这项工作说明了电荷转移机制依赖于鸟嘌呤碱基对之间的距离.此外，研究人员还利用STM-BJ技术系统研究了DNA序列和长度对电导性能的影响. 2004年，Xu等[43]在水溶液中测量了一系列dsDNA分子的单分子电导. 这些分子在交替(GC)n碱基对中间含有不同数量的交替(AT)m. 研究发现，对于(GC)n序列，电导与长度呈反比. 与之前发现的通过分子的短程传输由隧穿效应支配不同，带有(GC)n序列的短DNA的电导随长度的增加而缓慢降低，而当结构(AT)m插入到(GC)n序列当中，电导随A:T碱基对长度增加而指数下降(图4(a)~4(c))[44, 45]. 研究表明，DNA电导的衰减常数低于烷烃和肽，这说明其导电性高于烷烃和肽. 此外，研究人员发现即使DNA很短，不同的序列也有不同的传导机制. 总之，目前普遍接受的观点为，当G-C碱基对之间相隔3个或更少的AT碱基对时，dsDNA的传导以隧穿机制为主(电导与长度呈指数关系) (图4(d)~4(f))[46]. 如果A-T碱基对数量增加，则会转变为跳跃传输机制(电导与长度呈线性关系). 并且，对于长程(GC)n序列，DNA的电导通常为热激活跳跃传输机制，G碱基为跳跃位点.10.11777/j.issn1000-3304.2023.23221.F004Fig. 4Length and sequence effects. (a) Schematic measurement of sequence and length dependent conductance (G) of single DNA molecules. (b, c) Show the example conductance histogram and conductance versus distance traces for DNA with ACGC(AT)mGCGT (Reprinted with permission from Ref.‍[45], Copyright (2004) American Chemical Society). (d) Conductance and thermoelectric effect of a DNA molecule bridged between STM tip (kept at 295 K) and substrate (cold). (e) R and (f) log R versus number of base pair plot for DNA with ACGC(AT)mGCGT/ACGC(AT)mAGCGT sequences (Reprinted with permission from Ref.‍[46], Copyright (2016) Nature Publishing Group).3.3环境的影响环境是DNA电导率测量中实验差异的重要影响因素，DNA链周围的水分子和离子作用等问题都会引起其导电性能的显著改变[37]. 研究表明，溶液中DNA的电导率比干燥状态下的电导率高出一个数量级[47]. 理论预测认为，DNA的碱基对在潮湿条件下堆叠更好，呈现B-DNA的形式，而在干燥条件下则是A-DNA的形式，导致了导电性能的下降. 此外，还有研究人员认为正质子或金属反离子是中和并稳定DNA的必要条件，并且，水在其中起着至关重要的作用，因为水有利于DNA形成双螺旋，并且水分子的极性有助于屏蔽DNA的电荷[48]. 因此认为，更好的碱基对堆积和耦合以及稳定的DNA构象是DNA获得导电性的关键，水性条件也有利于导电性能的维持，以及在含有金属反离子的水溶液中进行实验测试，有利于满足对DNA高导电性的追求.3.4单链和错配结构的影响单链DNA是指由2条互补的单链(ss)组成的DNA分子(ssDNA). 2005年，Cohen等利用CPAFM方法研究了dsDNA和ssDNA自组装单分子层的电荷传输性能(图5(a))[45]. 研究发现，ssDNA单层几乎是绝缘的，因为它缺少dsDNA的π电子堆积结构，抑制了电荷传输性能. 他们进一步通过STM-BJ测试发现，ssDNA电导比相应的dsDNA低了几个数量级[46]. 如今，ssDNA被认为是绝缘体，不利于电荷传输性能，但其在发展DNA自组装纳米结构方面具有广阔的前景.10.11777/j.issn1000-3304.2023.23221.F005Fig. 5Single chain and dislocation effects. (a) Schematic diagram of CPAFM-BJ involving nanoparticle capped DNA molecule and I-V curves of double strand DNA performed on a metal particle without pressing on it (Reprinted with permission from Ref.‍[52], Copyright (2005) National Academy of Sciences). (b) Schematic of mismatched base pair effect on DNA conductance (Reprinted with permission from Ref.‍[51], Copyright (2005) National Academy of Science).碱基对错配会发生于dsDNA中，这可能是复制错误或碱基对突变导致的. 这种错误会导致癌症等重大疾病的产生，因此，研究碱基对错配对DNA导电性能的影响具有重要的意义[49~51]. 2005年，Hihath等[51]利用STM-BJ技术测量了一系列具有同类型错配碱基对的dsDNA分子的电导，如图5(b)所示，实验结果表明，根据错配类型的不同，改变堆叠结构中的单个碱基可以增加或减少dsDNA螺旋的电导率. 每个碱基的电子状态和突变碱基导致的结构不稳定是分子电导变化的原因. 该工作为利用电子测量方法识别DNA中的碱基对突变提供了机会. 鉴于ssDNA和dsDNA中不匹配的碱基对都有可能大大降低DNA的导电性能，并为整个体系的研究带来了难度，因此，近年来的研究工作更多地集中在具有不同序列和碱基对修饰的匹配良好的DNA分子上.3.5研究方法的影响要测定DNA分子的电输运性能，需要以可靠的、可重复的方式将DNA分子连接到2个电极上. 目前，扫描探针显微镜(SPM)技术，包括STM和AFM，被广泛用于制造可靠的单分子结，极大推动了分子电子学的发展，为测量包括DNA在内的各种单分子电导提供了可靠的实验平台.图6(a)展示了STM-BJ，通过精确控制STM针尖与吸附有样品分子的基底电极接触. 当针尖足够靠近基底时，分子有机会通过桥接针尖和基底电极形成金属-分子-金属结. 然后将针尖从基底上抽出，通过精确控制针尖的移动，可以改变桥接分子的数量，最终在针尖回缩过程中形成单分子结，单分子电导可由收集的数千条电导直方图与针尖位移的位置对比轨迹确定. 图6(b)展现了导电探针AFM断开结技术(CPAFM-BJ)，它使用AFM针尖作为针尖电极，并采用激光反射控制的力信号检测器从而实现电导和力的并行测量. 与使用电流控制针尖定位的STM-BJ不同，CPAFM-BJ使用力来控制针尖定位. 虽然可以绘制类似的电导直方图来确定单分子电导，但也可以绘制相应的力直方图来确定与分子结的形成和断裂相关的力特征. 此外，通过在目标分子的自组装单分子层顶端停放一个金属涂层原子力显微镜针尖，用设定的接触力进行控制，CPAFM方法可以测量通过数百个分子的单分子层的电流.10.11777/j.issn1000-3304.2023.23221.F006Fig. 6Typical single-molecule break-junction techniques. (a) Scanning tunneling microscopy break-junction technique (STM-BJ); (b) Conductive probe atom force microscope break-junction technique (CPAFM-BJ); (c) Mechanically controlled break-junction technique (MCBJ) (Reprinted with permission from Ref.‍[5], Copyright (2021) Nature Publishing Group).1997年，Reed等[53]发展了机械控制断裂结技术(MCBJ) (图6(c))，他们首次使用这种方法测量了单分子的性质. MCBJ使用缺口金属丝固定在弹性基底上. 基底上通常覆盖有绝缘体，用一根推杆从基底的底部将基底弯曲，从而机械地将金属丝折断. 当断裂金属丝两端的间隙中只剩下一个分子时就形成了单分子结. 这种方法在分子电子学中被广泛采用，因为它可以在两端金属-分子-金属系统中引入一个栅极，从而建立一个三端分子晶体管.单壁碳纳米管(SWCNT)和石墨烯等碳基电极材料也被用来代替金属电极，通过产生纳米级间隙并将目标分子与碳电极进行化学连接来测定单分子. Guo等[54]于2008年首次测量了通过SWCNT-DNA-SWCNT结的电荷传输. 在他们的研究中，通过电击穿与电子束诱导刻蚀相结合的方法制造出尺寸可控的纳米间隙. 为了与CNT电极形成稳定的连接，在DNA两端修饰了氨基，其与碳纳米管上的羧基基团发生酰氨缩合，有利于形成稳定的连接.4DNA分子可能的电荷输运机理分析尽管对于DNA的导电性研究尚在进行，很多问题还不是很清楚[51, 55]，但是相干隧穿和非相干跳跃分别被提出来作为解释DNA分子中电子短程和长程输运的2个主要理论[56~64]. 在相干隧穿机制下，电导随DNA链长呈指数递减. 这种机制适用于长度较短(1~3 nm)且具有强电子耦合的DNA. 然而，在非相干跳跃状态下每个碱基都充当跳跃位点，并且总电导随DNA链长线性降低. 在某些特殊情况下，这2种输运机制存在交叉点并同时共存(图7(a))[65]. 这种隧穿-跳跃共存状态的存在依赖于相邻碱基对之间π电子的强耦合，导致DNA中跨越多个碱基对的空穴离域. 除了电荷输运，DNA中的相干自旋输运也被观察到，其中自旋选择性与构象变化和氧化损伤有关. 这些研究表明，DNA分子在自旋电子学中作为有效的自旋过滤器具有相当大的潜力.10.11777/j.issn1000-3304.2023.23221.F007Fig. 7(a) Intermediate tunnelling-hopping charge transport in stacked DNA sequences (Reprinted with permission from Ref.‍[47], Copyright (2015) Nature Publishing Group). (b) Schematic of accurate detection and identification of single RNA mismatch sites (Reprinted with permission from Ref.‍[65], Copyright (2018) Nature Publishing Group). (c) Schematic of conductance measurement of inserting aromatic molecules into the DNA structure (Reprinted with permission from Ref.‍[66], Copyright (2015) The Royal Society of Chemistry).相关报道显示[5]，DNA可以通过π-π堆叠的碱基对传导电荷，而电荷传输反映了与碱基对的π-π堆叠相互作用和相应组装结构完整性有关，包括单点裂解、单碱基错配和单核甘酸多相性等. 这种敏感性主要来自突变对DNA构象变化的影响，导致π-π相互作用的破坏，增加了隧穿势垒并降低DNA螺旋的总电导. 这种独特的特性可用于与单个DNA杂化直接探测目标RNA序列的电导，通过产生的电导特征表征单核苷酸多态性的敏感性(图7(b))[66]. 当大小合适的芳香分子插入到DNA碱基对之间时(图7(c))，此时，插入时需要DNA链的动态解绕，以打开碱基对之间的空间，为插入物的中心和结合创造空间[53]. 从生物学上，插入物经常抑制DNA的修复、转录和复制过程，易于诱导DNA产生突变. 在电子上，插入会引起DNA结构完整性的破坏，并导致沿π-π堆叠碱基对序列的电子密度重组. 这些电子结构的变化可以引起DNA电导的显著变化，从而实现天然DNA所不具备的特定器件功能，如整流功能等.尽管上述电荷传输机制是基于不同研究团队的实验结果进行的阐释，有助于理解DNA的导电性，但DNA的应用仍面临许多挑战和复杂情况. 一个具有发展潜力的研究方向是：利用DNA的自组装特性构建可编程的DNA电路. 早期实现的DNA纳米电路采用了G4-DNA作为有效的导电成分，未来可以重点发展DNA电子学与DNA折纸术的集成，同时深入探索可编程DNA电路在分子电子学领域的应用.5存在的问题分析总之，不论是在实验还是理论计算中，研究人员在探究DNA分子的导电性时面临着多样性的结果，甚至出现了相互矛盾的结论，凸显了我们对DNA分子电荷传输机制的理解仍然存在着较大的分歧. 这种不一致性主要可以归因于测量方法的多样性和DNA分子的复杂性.首先，不同的实验条件和测量方法可能导致截然不同的研究结论，从而造成研究结果的不一致. 通常情况下，分子结构的形成需要通过锚定基团与2个电极相互结合，这也意味着检测与电极无相互作用的目标DNA分子会相对困难. 此外，分子在结构上的真实构型可能会有所变化，这使得准确识别变得复杂. 因此，将隧道电流、单分子电导率值和峰值作为化学检测的“指纹”时，需要在受控实验条件下进行仔细验证. 然而，在真实样本中，可能会存在许多干扰因素，导致信号失真，同时降低检测的有效性.其次，DNA分子是一种软性分子，每一段分子(聚合物)都与其他段的结构不同，因此特性都是唯一的. 其性质受到诸多因素的影响，如温度、湿度、分子内的杂质离子、基因变异等，从而影响其结构和电子性质. 考虑到DNA分子的这种复杂性，逐一研究这些影响因素变得相当具有挑战性.此外，分子的特性对外部环境条件非常敏感，比如电极与分子的接触情况，以及实验中的杂质、温度、湿度等条件，都可能对实验结果产生显著影响.6总结与展望随着学科的不断发展和技术的快速进步，分子电子学，尤其是单分子电子学和单分子电子器件取得了快速的进步[67~75]. 例如：北京大学Guo等将单个特殊设计的二芳烯分子组装到石墨烯点接触纳米间隙电极中，成功实现了世界上首个可逆的单分子电导开关器件构建[69]. 基于对单分子尺度分子间相互作用的理解，厦门大学Hong等发展了基于π-π相互作用的原子级精度全碳电子器件构筑策略，并将该作用应用于单分子传感器[76, 77]. 中国科学院化学研究所Zang等制备了目前最长的八聚苯单分子器件，揭示了电子的隧穿传输距离可以延长至8个苯环单元[70]. 以上新技术和新方法的出现使得DNA分子导电性这个科学难题重新进入了人们的视野，关于DNA分子导电性的研究也已经在尺度方面取得了显著进展. 从最初研究整体DNA分子，到如今深入探索单个DNA分子甚至单个碱基的电子输运行为；同时，研究的时间尺度也从静态电学特性的测量拓展到了对DNA分子在不同外部环境下实时动态变化的监测. 在这一过程中，通过应用光激励、电化学电位调控以及引入与DNA分子相互作用的小分子，研究者们已经在一定程度上成功地调控了DNA分子的电子输运过程. 然而，未来的研究需要聚焦在几个关键方向上，以进一步深化我们对DNA导电性质的理解和应用.首先，开发更精确的实验方法，以确保实验结果的准确性和可重复性. 通过引入先进的测量技术和高灵敏度的仪器，可以更精细地观察和记录DNA分子的电子输运行为，为进一步研究提供可靠的基础数据. 此外，对于纳米间隔电极对制备方法和分子结构构建方法本身的进一步优化也具有重要意义：可以考虑将一些具有优异物理化学性质的新型材料，例如类石墨烯的二维材料或者合金材料，应用于DNA分子结构的电极材料中，以制备更加稳定结构或具有独特优势功能的DNA分子结. 发展新型的纳米间隔电极对制备方法，探索与目标DNA分子的有效结合方式如自组装等27，以及通过仪器的研发实现微弱电流信号检测、超高速电学信号采集以及分子结构构建的自动化控制，都有望提升实验检测水平.其次，深入理解DNA分子结构与导电性之间的密切关系是未来研究的重要方向. 这涉及到对DNA碱基堆叠、电荷转移等机制的深入探索，以揭示这些基本过程如何影响整体导电性质. 结合实验数据和理论模型，可以更准确地解释DNA分子中电子的运动方式以及与结构变化的关联，为电子输运机制提供更全面的认识. 另外，结合理论模拟和实验研究，解决不同条件下DNA导电性的变化和差异是具有挑战性的任务. 通过模拟不同环境下DNA分子的电子输运特性，可以预测在不同环境下导电性的变化趋势，并指导实验设计以验证模拟结果. 这种多维度的研究方法将有助于揭示导电性的多样性和复杂性. 同时，可以引入更为复杂的数学处理方法，如无监督学习和人工智能算法，来分析电学测量实验的数据，挖掘传统电导统计柱状图和电流-电压特性曲线等背后的潜在信息.此外，在近期的研究中，探索DNA导电性在生命信号传递、生物传感器、分子电子学等领域的应用潜力，也为生物科学和电子学的融合提供了新思路. 如借助DNA分子独特的序列和可定制的长度，以及分子结构易于进行化学修饰等特性，我们可以设计并构建具备识别和检测药物分子、生物分子能力的DNA分子结，进而研发出基于DNA分子结的高灵敏生物检测原型器件；探索多维度和多尺度的外部场调控方法，将其应用于构建的DNA分子结中，以筛选出环境友好、高效调控且易实现的方案；探索基于DNA的低维材料[54]、热电材料[44]等.